Hygienisierung von Fischhaltungseinrichtungen mittels Peressigsäure (PES)

Beitrag von Aquakulturinfo in Zusammenarbeit mit Dr. Thomas Meinelt, Leibniz-Institut für Gewässerökologie und Binnenfischerei, Abt. Ökophysiologie und Aquakultur, Berlin

 

Einführung


Ektoparasiten verursachen große ökonomische Verluste in der Fischerei. Entsprechend ihrer Bedeutung in der Salmoniden-Aquakultur gehören hierzu Ichthyophthirius, Argulus, Dactylogyrus, Gyrodactylus, Lernea, Hirudinea (Feneis, 2010). Der Vielzahl an Erregern stehen nur wenige therapeutische Substanzen gegenüber. Demzufolge herrscht ein Therapienotstand. Die wenigen Behandlungsmittel mit Standardzulassung sind Ameisensäure 60 % ad us. vet. (Zulassungsnummer 2469.99.99), Calciumhydroxid (Löschkalk) ad us. vet. (Zulassungsnummer 2239.99.99), Calciumoxid (Branntkalk) ad us. vet. (Zulassungsnummer 2249.99.99), Ethanol 70 % (V/V) ad us. vet. (Zulassungsnummer 1379.99.99), Ethanol 80 % (V/V) ad us. vet. (1389.99.99) und Formaldehyd-Lösung 36 % (m/m) ad us. vet. (Zulassungsnummer 2259.99.99). Im Falle des Therapienotstandes ist nach Umwidmungskaskade des § 56 a des AMG vorzugehen und eine Dokumentation des Vorfalls im Einzelfall zu erbringen. Die Umwidmungskaskade ist jedoch für die durch diverse Gesetze und andere widrige Umstände sowieso stark gebeutelte Fischwirtschaft auf lange Sicht keine Lösung (Feneis, 2010). Mehr illegal als legal werden Desinfektionsmittel auf Peressigsäure-Basis verwendet und damit mehr oder weniger gute Erfolge gegen Fischpathogene erzielt. Die Anwendungsbereiche für Peressigsäure (PES) erstrecken sich von der Reinigung leerer Fischbecken, Teiche und Geräte, Fußmatten, der „Desinfektion von nicht leeren Becken und Teichen" bis hin zur Wasserdesinfektion und der Behandlung von Fischen. PES wird in der fischereilichen Praxis und der Zierfischhaltung mehr oder weniger sinnvoll, oft aus der Not geboren, eingesetzt. Verluste durch Vergiftungen mit PES oder durch sie bedingte niedrige pH-Werte sind vorprogrammiert. Auf der einen Seite belegt eine Vielzahl von Untersuchungen die Wirksamkeit von PES gegen verschiedenste fischpathogene Erreger, auf der anderen Seite sind viele Fragen ihres Einsatzes bislang noch offen. Diese erstrecken sich von rechtlichen Problemen bis hin zum Einfluss der Matrix verschiedener biogener und chemisch-physikalischer Parameter auf die therapeutische Wirksamkeit oder auch die Toxizität. Die Erhebung von toxikologi-schen Basisdaten für PES ist in Deutschland auf Grund restriktiver Umsetzung des Tierschutzgesetzes kaum möglich. Hier sind nur Daten aus dem agrophilen Ausland zu erwarten. Erfreulicherweise beginnen Praktiker zunehmend mit systematischen Untersuchungen zur Nutzbarkeit von PES in der Fischwirtschaft und präsentieren diese Untersuchungen (Reuter, 2010; Nigel, 2010).

Eigenschaften der PES

Die erste Veröffentlichung über die frappierende mikrobielle Wirkung der PES erfolgte bereits 1902 durch P.C. Freer und F.G. Novy von der Universität Michigan (USA). Die weitere Historie ist wechselvoll und interessant, würde hier aber den gegebenen Rahmen sprengen. Handelsübliches PES ist keine Monosubstanz, sondern ein im chemischen Gleichgewicht stehendes Mehrkomponentensystem gemäß folgender Gleichung:

tl_files/data_site/REDAKTIONSDATEN/Fotos/Themenbereiche/Tiergesundheit/Peressigsaeure/254 PES Formel.png

Gleichgewicht bedeutet, dass die Konzentrationen aller an der Reaktion beteiligten Stoffe in einem festen Verhältnis zueinander stehen. Ändert man die Konzentration einer dieser Komponenten, so ändern sich die der anderen ebenfalls und so lange, bis das neue Gleichgewicht wieder erreicht ist. Der eigentliche mikrobizide Wirkstoff ist in korrekter chemischer Bezeichnung Acetylhydroperoxid (AHP) und wird - nicht ganz richtig - als Peressigsäure (PES) bezeichnet. PES ist keine Säure, sondern eine esterartige Neutralverbindung. Da PES aber nur in Form des genannten Gleichgewichtssystems in den Verkehr gebracht werden kann, ist es sinnvoll, das komplette Stoffsystem als PES-Produkt zu bezeichnen. Der PES-Gehalt des jeweiligen Produkts bestimmt maßgeblich die Wirkungsstärke. Lösungen reagieren sauer, wobei dieser saure Charakter fast ausschließlich durch die im Gleichgewicht vorliegende Essigsäure verursacht wird. Da Wasser eine der Gleichgewichtskomponenten ist, muss sich eine Änderung des Gleichgewichtes ergeben, wenn PES mit Wasser vermischt wird, wie es bei der Herstellung von Gebrauchslösungen zur Desinfektion oder beim Zusatz von PES zum Wasserkörper in der Fischwirtschaft der Fall ist. Da die Wassermengen im molaren Verhältnis zur PES riesig sind, wird das Gleichgewicht nahezu vollständig nach links verschoben, d. h. PES wird in seine Ausgangsprodukte Wasserstoffperoxid und Essigsäure zerlegt. Diesen Vorgang nennt man Hydrolyse. Er ist prinzipiell umkehrbar, wenn man das Wasser wieder entzieht, wie das beim Eintrocknen von PES-Gebrauchslösungen bei der Flächendesinfektion stattfindet. Die Geschwindigkeit der Gleichgewichtsänderungen wird stark von den Katalysatoren bestimmt. Auch die Pufferkapazität der im Wasser enthaltenen mineralischen Inhaltsstoffe spielt eine Rolle, die allerdings schwer vorhersagbar ist. PES weist eine Reihe von Merkmalen auf, die den Wirkstoff als Desinfektionsmittel zur Hygienisierung des Wasserkörpers prädestinieren:

1. Bereits in niedrigen Konzentrationen weist sie fungizide, sporozide sowie bakteri-zide Effekte auf. Protozide Effekte konnten ebenfalls nachgewiesen werden (Liberti und Notarnicola, 1999; Rudd und Hopkinson, 1989).

2. PES ist unbegrenzt mit Wasser mischbar.

3. Beim Abbau des Wirkstoffes PES entsteht Essigsäure, die zwar den Anteil an ge-löster organischer Substanz in der Fischhaltung und somit im Abwasser erhöht, aber gut von Mikroorganismen verwertet werden kann.

4. Die unspezifische Wirkung verhindert eine Adaption der Mikroorganismen an PES.

5. Ihre oxidierende Wirkung ist auch bei niedrigen Temperaturen ausgeprägt.

Einen Nachteil stellt die thermodynamische Instabilität dar. Aus einem bestimmten 40 %igen PES-Typ gehen z. B. durch Peroxidzerfall innerhalb eines Monats 1 - 2 % PES verloren (Kitis, 2004), das Wirkstoffgemisch verliert somit an Wirksamkeit. Der Substanzverlust ist bei den einzelnen Produkten jedoch unterschiedlich. Ein weiterer Nachteil der oxidierenden Wirkung ist die Korrosion empfindlicher Materialien, insbesondere unedler Metalle. PES ist in unterschiedlichen Produkten verschiedener Hersteller wie z. B. Wofasteril® E400 und MIXacide 590 (KESLA PHARMA WOLFEN GmbH) enthalten.
PES wirkt aufgrund ihrer hohen Aktivität als Oxidationsmittel schädigend auf Enzyme, Proteine und zerstört dadurch Zellstrukturen von Organismen. Obwohl die Wirkungsmechanismen ähnlich sind, ist PES wirksamer als Wasserstoffperoxid oder Ozon. Wahrscheinlich werden mittels PES über die Bildung von Sauerstoffradikalen durch Oxidation verschiedene Doppelbindungen sowie sensible Schwefelbindungen bei Proteinen und Enzymen zerstört, was die chemo-osmotischen Funktionen von Zellmembranen und ihre Transportmechanismen unterbricht. Die lipophil-hydrophile Polarität verleiht der PES die Fähigkeit, sich sowohl unbegrenzt an Wasser als auch an fettähnliche Substanzen zu binden. Die Membranen biologischer Systeme besitzen fettartige Phospholipid-Zwischenschichten. Solche Schichten grenzen Wasser und Wasserstoffperoxid aus, da beide Verbindungen hydrophil und lipophob sind. Aufgrund ihrer Polarität kann die PES biologische Membranen dagegen leicht überwinden. Die sehr gut lipidlöslichen PES-Moleküle durchdringen alle schützenden Zellmembranen und transportieren den für Mikroorganismen gefährlichen Aktivsauerstoff in die Zelle. Der Aktivsauerstoff zerstört vor allem die ungeschützten und oxi-dationsempfindlichen Stoffwechselenzyme. Dabei werden häufig Strukturelemente von Zellwänden oder Enzymen mit SH- oder S-S-Gruppen „auf"-oxidiert (Schreiner, 2008).

Einfluss von Wasserparametern auf die PES-Behandlung

Der Einfluss verschiedener Wasserparameter auf die Toxizität von PES und die Be-handlungseffizienz der Substanz werden zum Teil kontrovers diskutiert, weshalb wir uns an dieser Stelle nur auf eigene Erfahrungen und Ergebnisse stützen wollen. In eigenen Untersuchungen konnte bestätigt werden, dass PES in weichem Wasser toxischer für Fischembryonen ist als in hartem. Die Untersuchung des Einflusses der Wasserhärte auf die PES-Toxizität gegen Fischpathogene wurde von Marchand et al. (2013) vorgenommen. Die Autoren belegen eine geringere Toxizität von PES bei höheren Wasserhärten. Den Einfluss der organischen Belastung des Wassers (DOC, CSB) und den Salzgehalt auf den Zerfall und die Toxizität von PES belegte Liu 2013 in seiner Masterarbeit. Tendenziell erhöht sich der Zerfall mit dem Salzgehalt und der Präsenz von DOC. Mit der Degradierung von PES, insbesondere in Kreislaufanlagen beschäftigten sich auch Pedersen et al. (2013)

Fischtoxizität von PES

Tabelle 1: Toxizität (96-h-LC50) von PES gegen verschiedene Fischarten

Fischart 96-h-LC50 [mg/l] Autor

Regenbogenforelle

1,5

Douglas and Pell, 1986
Regenbogenforelle 0,16 Terrell, 1987b
Regenbogenforelle 0,45 Cohle and McAllister, 1983
Regenbogenforelle 0,82 Gardner and Bucksath, 1996
Sonnenbarsch 0,45 McAllister and Cohle, 1983
Sonnenbarsch 2,7 Terrell, 1987
Sonnenbarsch 0,47 Gardner and Bucksath, 1996
Zebrabärbling < 1,0 Bazzon et al, 1997
Zebrabärbling > 0,035 Licata-Messana, 1995
Scholle 11 Tinsley and Sims, 1987

 

Daten zur Fischtoxizität von PES sind auf Grund verschiedener Zwänge in Deutschland kaum verfügbar. Meinelt et al. (2007b) konnten für vorgestreckte Zander (Zv) eine 24-h-LC50 von 1,14 mg/l PES ermitteln. Dabei erfolgte die LC50-Bestimmung statisch. Nach Reuter (mdl. Mitteilung) reagieren Rfa weniger sensibel als Rf1. Für Flundern werden gar bis zu 89 mg/l PES angegeben. Diesen hohen Konzentrationen sollte der Praktiker jedoch mit großem Argwohn begegnen. ECETOC (Tab. 1) gibt semistatisch bzw. dynamisch ermittelte Werte an, welche sich weit unter den o. g. Angaben befinden. Statische LC50-Werte zwischen 2 und 3 mg/l PES sind, in Abhängigkeit von Wasserhärte und organischer Belastung, als Richtwerte anzusehen. Die LC50-Bestimmung gegen Eier von Zebrabärblingen und Karpfen zeigte ebenfalls eine produktabhängige PES-Toxizität. In sehr weichem Wasser wurden 24-h-LC50 von 2,5 bis 4,5 mg/l PES für Zebrabärblinge und 3,3 bis 6,1 mg/l PES für Karpfen ermittelt. In mittelhartem Wasser erbrachte die Toxizitätstestung mittels Fischeitest 24-h-LC50-Werte von 3 bis 6 mg/l und in sehr hartem Wasser 4,5 bis über 7 mg/l PES für sieben geprüfte PES-Produkte. Dabei erwiesen sich Produkte mit geringen PES-Konzentrationen weniger fischtoxisch als hoch konzentrierte. Forelleneier tolerieren Intervallbehandlungen über 2 h täglich mit 3 mg/l PES ohne Probleme. Längere Behandlungsintervalle hingegen führen zu einer erhöhten Verlustrate. Toxikologische Daten für PES fehlen bei zahlreichen wirtschaftlich bedeutenden Fischarten und deren Lebensstadien bzw. Altersgruppierungen. Erkenntnisse dazu sind auch nur aus dem Ausland zu erwarten. Straus et al. (2012) beschreiben u. a. die Toxizität und histologischen Veränderungen bei Welsbrütlingen nach der Behandlung mit PES. Neben dem Einfluss auf Fischart und –alter, fehlen vor allem Ergebnisse zum Einfluss chemisch-physikalischer Parameter wie Temperatur, Wasserhärte und organische Belastung etc. auf die Wirksamkeit und Toxizität der PES. Sie ist im Salzwasser weniger toxisch als im Süßwasser (Tab. 1). Allerdings ist der PES Zerfall im Salz-wasser beschleunigt

Behandlungserfolge gegen Parasitosen

Nach Angaben von Bräunig (2006a, b) kann Wofasteril® E400 in Konzentrationen von 1 mg/l PES effektiv gegen Fischpathogene eingesetzt werden. Weitkamp et al. (pers. Mitteilung) bekämpften sowohl ein- als auch mehrzellige Parasiten mittels PES in vivo wirksam. Bei einer Wassertemperatur von 16 °C erwies sich der Einsatz von PES bei einer Mischinfektion mit Chilodonella piscicola, Trichodina sp., Epistylis sp. und Ichthyobodo sp. beim Aland (Leuciscus idus) als besonders effektiv. Der monogene Parasit Gyrodactylus sp. ließ sich mittels 2,5 mg/l PES über 10 min erfolgreich von Guppies (Poecilia reticulata) entfernen. Gegen Dactylogyrus sp. war der Einsatz von PES über fünf Tage mit täglicher Applikation von 3,0 mg/l PES dagegen erfolglos. Weitkamp spekuliert, dass die starke Schleimproduktion auf den hochgradig infizierten Kiemen die Parasiten vor der PES-Applikation schützt und die Reproduktion über Eier ein weiteres Problem bei der Bekämpfung dieser Würmer darstellt. Dagegen sind die lebend gebärenden Gyrodactylus sp., die maßgeblich auf der Hautoberfläche parasitieren, mit PES leicht zu bekämpfen. Versuche zur Behandlung einer Oodinium sp.-Infektion blieben ebenfalls ohne Erfolg. Karpfenläuse (Argulus sp.) waren während in vitro-Tests gegenüber PES-Konzentrationen von bis zu 3 mg/l resistent. Ab dieser Konzentration war nach 96 h eine 100 %ige Mortalität der Karpfenläuse feststellbar. In geschlossenen Kreislaufanlagen wurden Trichodina sp. erfolgreich mit 1,0 mg/l PES bekämpft. Gegen Costia (Ichthyobodo) setzten Farmer et al. (2013) erfolgreich PES-Produkte ein. PES scheint jedoch nicht das Mittel der Wahl gegen Ichthyobodo zu sein.

Weißpünktchenkrankheit (Ichthyophthirius multifiliis - I. m.)

Der Bekämpfung von I. m. ist sehr stark von den Lebensstadien des Erregers abhängig. Wir unterscheiden das Wachstumsstadium in der Haut (Trophont), das Vermehrungsstadium außerhalb der Haut (Tomont), das Teilungsstadium (enzystierter Tomont bzw. Zyste mit Tomiten [Tochterzellen]) und das Infektionsstadium (Theront), welche sich durch eine sehr unterschiedliche Sensibilität gegen PES auszeichnen (Abb. 1). Meinelt et al. (2007a) belegen erstmals die Wirksamkeit der PES gegen I. m.-Theronten in vitro ab 0,2 mg/l PES. Bei dieser Konzentration konnten nach 150 min keine lebenden Theronten mehr nachgewiesen werden. Straus et al. (2009) belegen erstmals eine Produktabhängigkeit bei der Behandlung von I. m.-Theronten. Der Vergleich verschiedener PES-haltiger Substanzen zeigte eine etwas geringere Toxizität zweier 40 %iger Substanzen gegen die Parasiten. tl_files/data_site/REDAKTIONSDATEN/Fotos/Themenbereiche/Tiergesundheit/Peressigsaeure/249 Lebenszyklus I. m..jpgKonzentrationen von 0,3 mg/l PES genügten bei allen getesteten Substanzen zur nahezu vollständigen Abtötung der Schwärmer in Testwasser (Abb. 2).

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Systematische Untersuchungen belegen, dass neben Theronten auch frische Tomonten mit PES-Konzentrationen abgetötet werden können, die für Fische noch nicht toxisch sind. Ein Vergleich verschiedener PES-haltiger Substanzen zeigte, dass 1,5 mg/l PES über 2 h (ab zwei Stunden nach Entnahme der Parasiten aus der Dermis) zur Abtötung freier Tomonten genügen und bereits 0,5 mg/l zu hohen Abtötungsraten führen, im Fall eines 3 %igen PES-Präparates sogar zu einer vollständigen Abtötung der Parasiten (Abb. 3). Die Trophonten in der Haut der Fische sind vor der PES-Behandlung geschützt. Enzystierte Tomonten (Zysten) werden durch PES ebenfalls geschädigt, jedoch nicht vollständig abgetötet (Matzke, 2010). Die Anzahl der Schwärmer, die aus den Zysten freigesetzt werden, konnte in unseren Untersuchungen durch eine zweistündige PES-Exposition von 2-3 ppm reduziert werden. Die Resultate waren dabei sehr verschieden. Der Behandlungserfolg ist stark an den Be-handlungszeitpunkt gebunden, da sich die gallertartige Schutzhülle der Zyste während ihrer Entstehung immer weiter verdickt und die Theronten damit besser vor einer Beeinträchtigung durch PES schützt. Beginnen die Tochterzellen einer Zyste mit Bewegungen und später als Theronten mit der Penetration der Hülle, wird diese beschädigt und schützt kaum noch gegen PES. Da die Zystenbildung nicht synchron verläuft und nicht alle Zysten gleichermaßen durch eine PES-Exposition beeinträchtigt werden, können weiterhin infektiöse Theronten aus den Zysten entlassen werden. Auf Grund dieser Erkenntnisse ergeben sich neue, interessante Ansätze zu einer Bekämpfung von I. m. über die Abtötung einzelner Stadien des Erregers. Ist der Fischwirt in der Lage, die freien Lebensstadien (Theronten, Tomonten) im Wasser mittels PES zu bekämpfen, so kann der Lebenszyklus des Parasiten zumindest teilweise unterbrochen werden. Das Resultat ist eine unterbundene oder verminderte Reinfektion der Fische. Diese müssen sich mit einer geringeren Anzahl von Erregern auseinander setzen und können möglicherweise Antikörper gegen I. m. bilden (Rintamäki-Kinnunen et al., 2005a, b, Meinelt et al., 2009). Der Infestationsgrad wird durch die PES-Behandlung verringert, die Überlebenschance der Fische erhöht. Wie im speziellen Fall von I. m. so hängt auch die Bekämpfung anderer Fischpathogene von einer wohl überlegten Behandlungsstrategie ab. Sudova et al. (2010 a, b) beschreiben Strategien zur Langzeitbehandlung von I. m..

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Fischschimmel (Saprolegnia parasitica)

Die Wirksamkeit von PES gegen Fischschimmel ist sowohl in vitro als auch in vivo überprüft worden. Meinelt et al. (2004) belegen die Wirkung von PES gegen den Fischschimmel und unspezifische Mykosen. Ein Keimträgertest mit von Fischschim-mel befallenen Fischembryonen (Danio rerio) führte nach PES-Exposition zu vermindertem Hyphenwachstum. Bei täglicher 5-stündiger Intervallbehandlung mit 3 mg/l PES (Wofasteril® E400) ist bereits nach 48 h keine Verpilzung mehr nach-weisbar. Auch Forelleneier können über zwei Stunden täglich mit 3 mg/l PES behandelt werden, was die Infektion mit Fischschimmel drastisch reduziert. Es gilt zu beachten, dass Fischeier relativ hohe PES-Konzentrationen tolerieren. Bei der Behandlung von Fischen insbesondere in weichen, schlecht gepufferten Wässern ist jedoch Vorsicht geboten!
Maränen (Coregonus albula) mit unspezifischen Verpilzungen wurden mittels 3 mg/l PES in hartem Berliner Leitungswasser effektiv therapiert und die Verluste schon nach dem ersten Behandlungstag drastisch reduziert. Marchand et al. (2012) unter-suchten die Hemmung des Wachstums von Fischschimmel und Flavobacterion co-lumnare. Beide Keime können mittels PES-Hygienisierung reduziert werden. Straus et al. (2012) setzen PES erfolgreich bei der Erbrütung von Welseiern gegen Fischschimmel ein. Auch Machova et al. (2010) beschreiben die Toxizität von PES gegen fischpathogene Pilze.

Bakterien

Bei Bakterien stellt sich das Problem, dass der Fischzüchter potentiell fischpathoge-ne Keime möglichst vollständig abtöten, nützliche Keime, wie die Nitrifikanten in den Filteranlagen aber vital erhalten möchte. Es ist bekannt, dass PES gegen Bakterien hoch effektiv einzusetzen ist. Aus diesem Grunde werden PES-Produkte in großem Maßstab in der Veterinärmedizin, der Lebensmittelindustrie aber auch in Kläranlagen angewandt. King (2001) untersuchte ihre antibakterielle Effizienz in geschlossenen Kreislaufanlagen. Er stellte fest, dass PES mit einer Reduktion der Bakterienzahl um 99 % eine der beiden effektivsten von sechs untersuchten antibakteriellen Desinfektionsmitteln für Aquakulturanlagen ist und somit wirksamer als Ozon ist. Am Leibniz-Institut für Gewässerökologie und Binnenfischerei Berlin (IGB) laufen derzeit Untersuchungen zu Effekten unterschiedlicher PES-Produkte auf Nitrifikanten und potentiell fischpathogene Keime (Flavobacterium psychrophilum, Flavobacterium columnare, s. o.). Mit 0,5 mg/l PES kann die Anzahl der Kolonie bildenden Einheiten (unspezifische Keime) im Fischhaltungswasser produktabhängig zu 97 - 99 % gesenkt werden. Im Zierfischgroßhandel erfolgt mit PES schon erfolgreich eine Reduzierung der Keime im Haltungswasser und auf diesem Wege eine Konditionierung der Fische sowie eine Senkung der Verluste (Nigel, 2010).

Möglicher Einsatz von PES in Kreislaufanlagen

Besonders kritisch ist eine Schädigung der Biofilme durch eventuelle Abtötung der ammonium- und nitritoxidierenden Organismen im Biofilter. Nitrifikanten haben sehr lange Generationszeiten, was zu langfristigen Beeinträchtigungen des Kreislaufbetriebs führen kann. Am IGB wurden Versuche zum Verhalten von PES in RAS durchgeführt. In vitro-Tests haben ergeben, dass bei einer Applikation ab 2 ppm eine Hemmung der Ammoniumoxidationsleistung durch PES hervorgerufen wird. Abbildung 4 stellt den Verlauf der Konzentrationen an Stickstoffverbindungen (Nitrit, Nitrat, Ammonium) in einer RAS dar. Am 2., 3., 7. und 9. Tag wurden die Nitrifikanten der RAS mit Ammoniumchlorid gefüttert, da sich keine Fische in der Anlage befanden. Am Tag 8 wurde PES appliziert (Wofasteril® E 400, 2 ppm PES bezogen auf den Haltungsteil, Haltungsteil 15 min. vom Reinigungsteil entkoppelt). Der Nitratstickstoffgehalt steigt trotz PES-Exposition kontinuierlich an. Eine Exposition von 2 ppm PES hat demzufolge keine Auswirkungen auf die Nitrifikationsleistung des Biofilters, was wahrscheinlich auf den DOC-Gehalt des Kreislaufwassers zurück zu führen ist. In vitro-Versuche haben ergeben, dass sich ein hoher DOC-Gehalt auf die Zerfallsgeschwindigkeit der PES auswirkt.
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In einem weiteren Versuch wurde 1 ppm PES (Wofasteril® E 400) in eine RAS appli-ziert und die Desinfektionsleistung untersucht. Im Ergebnis konnte eine Keimreduzierung von 96 % erzielt werden (Abb. 5).
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In vitro-Tests haben Keimreduzierungen bis zu 99 % bei PES-Applikationen mit 0,5 ppm ergeben. Der gegenwärtige Stand der Untersuchungen in RSA belegt, dass eine Exposition von 2 ppm PES (im Haltungsteil) keine Schäden im Biofilter verursacht. Eine ausreichende Desinfektionsleistung kann schon mit 1 ppm PES erzielt werden.

Zusammenfassung

PES stellt gegen verschiedene Erreger eine Alternative zu traditionellen Therapeutika dar und das nicht nur, weil diese nicht mehr angewendet werden dürfen. Wenn offene rechtliche Fragen geklärt sind, dann ist PES eine echte Alternative zu traditionellen Therapeutika. Die Hygienisierung mittel PES in der Aquakultur (oder Fischhaltung) wirft noch eine Vielzahl von Fragen auf, die es in den nächsten Jahren zu beantworten gilt. Dieser Aufgabe wird sich die Fischereiforschung stellen. Jedes der erzielten Ergebnisse ist jedoch nur so gut, wie es die Umsetzung in der Praxis belegt. Einige Aquakulturisten haben deshalb damit begonnen, Ergebnisse aufzugreifen, in ihren Betrieben zu überprüfen und mit eigenen Erfahrungen zu ergänzen.


Referenzen:
Bräunig, I. 2006a. Einsatz von Peressigsäure in der Fischwirtschaft. www.kesla.de.

Bräunig, I. 2006b. Peressigsäure-Einsatz zur Therapie und Prophylaxe von Erkran-kungen der Kois. www.kesla.de.

DIN EN ISO 7346-3: Wasserbeschaffenheit - Bestimmung der akuten letalen Toxizi-tät von Substanzen gegenüber einem Süßwasserfisch [Brachydanio rerio Hamilton-Buchanan (Teleostei, Cyprinidae)] - Teil 3: Durchflussverfahren (ISO 7346-3:1996); Deutsche Fassung EN ISO 7346-3:1997

ECETOC: Peracetic Acid (CAS No. 79-21-0) and its Equilibrium Solutions. JACC No. 40. 2001.

Farmer, B.D., D.L. Straus, B.H. Beck, A.J. Mitchell, D.W. Freeman and T. Meinelt. Effectiveness of copper sulfate, potassium permanganate, and peracetic acid to reduce mortality and infestation of Ichthyobodo necator in channel catfish Ictalurus punctatus (Rafinesque 1818). Aquaculture Research, (2013) 21: 1103-1109.

Feneis, B. 2010. Rechtliche Hintergründe bei der Anwendung von Peressigsäurepräparaten in der Aquakultur. "Wasserhygienisierung mit Peressigsäure im Dienste der Fischgesundheit". Frühjahrssymposium 2010 für Anwender aus der Fischwirtschaft. Wolfen, 05.05.2010,

Freer, P.C., Novy, F.G. 1902. On the Formation, Decomposition and Germicidal Ac-tion of Benzoyl Acetyl and Diacetyl Peroxides. Am. Chem. J. 27, 3, 161-192.

King, R.K. 2001. The Presence of Pathogenic Bacteria in Recirculating Aquaculture System Biofilms and their Response to Various Sanitizers. Dissertation Faculty of the Virginia Polytechnic Institute and State University.
Kitis, M. 2004. Disinfection of wastewater with peracetic acid: a review. Environ. In-tern. 30, 47-55.

Liberti, L., Notarnicola, M. 1999. Advanced treatment and disinfection for municipal wastewater reuse in agriculture. Water Science and Technology 40, 235-245.

Machova, J., Meinelt, T., Velisek, J., Stejskal, V., Sudova, E., 2010. Possibility of persteril using as effective antimycotic agent in fisheries: Preliminary study. Toxicology Letters, 196, 1, 115

Marchand, P.-A., Phan, T.-M., Straus, D. L., Farmer, B. D., Stüber, A. & Meinelt, T. 2011. Reduction of in vitro growth in Flavobacterium columnare and Saprolegnia parasitica by products containing peracetic acid. Aquaculture Research, Aquaculture Research, 2012, 43, 1861–1866.

Marchand, P.-A., Straus, D. L., Stüber, A., Andreas Wienke, Pedersen, L.-F. and Meinelt, T. Peracetic acid toxicity to zebrafish, Danio rerio, embryos is altered by wa-ter hardness. Aquaculture International. (2013) 21:679–686.

Matzke, S. 2010. Peressigsäure gegen freie Stadien (Tomonten) des fischpathoge-nen Ciliaten Ichthyophthirius multifiliis und der Einfluss von Produktzusammenset-zung, Temperatur und Belüftung auf den PES-Zerfall. Bachelor Agrarwissenschaften, Humboldt-Universität zu Berlin.

Matzke, S., Meinelt, T. 2010. Peressigsäure gegen Ichthyophthirius multifiliis. Frühjahrssymposium 2010 für Anwender aus der Fischwirtschaft. Wolfen, 05.05.2010,

Meinelt, T., Phan, T.-M., Stüber, A., Bräunig, I. 2004. Wofasteril® und Wofasteril E250 zur Bekämpfung von Fischschimmel - erste Erfahrungen. Fischer & Teichwirt 11, 888-890.

Meinelt, T., Staaks, J., Staaks, G., Stüber, A., Bräunig, I. 2007a. Antiparasitäre Effekte von Peressigsäure (PES) gegen infektiöse Stadien (Theronten) der Weißpünkt-chenkrankheit, Ichthyophthirius multifiliis, in vitro. Deutsche Tierärztliche Wochen-schrift 114, 383-386.

Meinelt, T., Richert, I., Stüber, A., Bräunig, I. 2007b. Einsatz von Peressigsäure zur Behandlung juveniler Zander (Sander lucioperca) bei Ichthyophthirius multifiliis-Befall. Deutsche Tierärztliche Wochenschrift 114, 244-251.

Meinelt, T., Matzke, S., Stüber, A., Pietrock, M., Wienke, A., Mitchell, A.J., Straus, D.L. 2009. Toxicity of peracetic acid (PAA) to tomonts of Ichthyophthirius multifiliis. Diseases of Aquatic Organisms 86, 51-56.

Meinelt, T., Matzke, S., Reuter, U., Stüber, A., Marchand, P.-A. 2010. Hygienisierung mit Peressigsäure (Wofasteril®). Erfahrungen aus dem Labor. Frühjahrssymposium 2010 für Anwender aus der Fischwirtschaft. Akademie für angewandte Hygiene. Greppin, 28.04.2010.

Nigel, H. 2010. "Hygienisierung des Hälterungswassers in einer Zierfischanlage mit Peressigsäure". Frühjahrssymposium 2010 für Anwender aus der Fischwirtschaft. Akademie für angewandte Hygiene. Greppin, 28.04.2010.

Pedersen, L,-F., Meinelt, T. and Straus D. L. 2013: Peracetic acid degradation: Im-portant orders of magnitude and practical implications. Aquacultural Engineering, 53: 65-71.

Reuter, U. 2010. Hygienisierung gegen Ichthyophthirius mit Peressigsäure (Acetylhydroperoxid) - Erfahrungen aus der Praxis. Frühjahrssymposium 2010 für Anwender aus der Fischwirtschaft. Akademie für angewandte Hygiene. Greppin, 28.04.2010.

Rintamäki-Kinnunen, P., Rahkonen, M., Mannermaa-Keränen, A.L., Suomalainen, L.R., Mykrä, H., Valtonen, E.T. 2005a. Treatment of ichthyophthiriasis after malachite green. I. Concrete tanks at salmonid farms. Diseases of aquatic organisms 64, 69-76.

Rintamäki-Kinnunen, P., Rahkonen, M., Mykrä, H., Valtonen, E.T. 2005b. Treatment of ichthyophthiriasis after malachite green. II. Earth ponds at salmonid farms. Dis-eases of aquatic organisms 66, 15-20.

Rudd, T., Hopkinson, L.M. 1989. Comparison of disinfection techniques for sewage and sewage effluents. Water and Environment Journal 3, 612-618.
Schäperclaus, W. 1990. Fischkrankheiten. Akademie- Verlag Berlin.

Schlotfeldt, H.-J. 1998a. Betreff: Arzneimittelrecht- Therapienotstand bei Nutzfischen. Fischer & Teichwirt 1, 26-27.

Schlotfeldt, H.-J. 1998b. Therapienotstand bei Fischen in der Bundesrepublik Deutschland. Fischer & Teichwirt 2, 42-46.

Schreiner, G. 2008. Grundlagen und Anwendung der modernen Peressigsäure-Desinfektion (I). Fachakademie für angewandte Hygiene, Bitterfeld-Wolfen.
Straus, D.L., Meinelt T. 2009: Acute toxicity of peracetic acid (PAA) formulations to Ichthyophthirius multifiliis theronts. Parasitol. Res. 104, 1237-1241.

Straus, D.L., T. Meinelt, B.D. Farmer and A.J. Mitchell. Peracetic Acid is Effective for Controlling Fungus on Channel Catfish Eggs. Journal of Fish Diseases, 35, (2012) 7:505-511.

Straus, D.L., T. Meinelt, B.D. Farmer, and B.H. Beck. Acute Toxicity and Histopathology of Channel Catfish Fry Exposed to Peracetic Acid. Aquaculture, 2012, 342–343, 15, 34–138.

Sudová E., Straus, D., L., Wienke, A., Meinelt, T. 2010a. Evaluation of continuous 4-day exposure to peracetic acid as a treatment for Ichthyophthirius multifiliis. Parasitol. Res. 106, 539-542.

Sudová, E. Kolářová, J. Meinelt, T., 2010b. Using of peracetic acid (PAA) for treat-ment of fish ectoparasites with special attention to Ichthyophthirius multifiliis. Bulletin VÚRH Vodňany 46, 1, 52-56.